La litière est estimée en juillet, dans 5 quadrats disposés aléatoirement de 0,1 m². La litière est aspirée par un aspirateur sous-marin au sein de chaque quadrat. Si les plongeurs ne disposent pas d'un aspirateur sous-marin, il est possible de faire les prélèvements manuellement à l’aide de quadrats et boîtes permettant de récolter soigneusement la litière. La récolte doit dans ce cas se faire lentement afin de récolter la matière qui est facilement remise en suspension. Cette opération doit également être faite au début du terrain afin d'éviter les perturbations physiques des plongeurs. La litière détritique est collectée dans 5 quadrats de 0,1 m² disposés de manière aléatoire. Une fois récoltée, cette matière est triée par tamisage afin d’éliminer les particules minérales (sable, cailloux, etc.) et la matière détritique est séchée à 50°C durant 24 h (min. jusqu'à séchage complet) dans une étuve puis pesée.

La densité de Pinna nobilis (compartiment 5) est estimée le long de 20 transects de 10 m de long et 1 m de large. Durant les parcours de 10 m, le plongeur muni d’une barre de 1 m de large couche l’herbier devant lui au fur et à mesure de sa progression. En effet, afin de repérer les petites Pinna nobilis, il est indispensable de regarder minutieusement au pied des faisceaux de posidonie. La barre permet de rabattre les feuilles de l’herbier et de découvrir la base des faisceaux. Toutes les grandes nacres rencontrées sont notées. Il est recommandé de noter également la hauteur totale au-dessus du sédiment (Hs) des individus. Cette mesure n’est pas nécessaire pour le calcul de l’EBQI mais permet d’avoir une idée de la structure démographique de la population de grandes nacres. Il est également conseillé de noter la présence des coquilles brisées qui indique soit la présence de mouillage ou de chalutage dans la zone, soit la présence de prédateurs. Cette information permettra de renseigner les sources de pression.

Les filtreurs et suspensivores benthiques (hors Pinna nobilis, compartiment 6) sont dénombrés dans 30 quadrats de 1 m² disposés de manière aléatoire. A noter que c’est le nombre d’individus ou de colonies de plus de 5 cm (diamètre, hauteur ou largeur) qui est compté. Ces organismes, selon leur régime alimentaire et leur tolérance, vont permettre d’indiquer soit (i) un fort taux de matière organique (HOM pour High Organic Matter) dans la colonne d’eau, comme par exemple le spirographe Sabella spallanzanii, les ascidies Phallusia mammillata, P. fumigata et les Didemnidae soit (ii) un faible taux de matière organique (LOM pour Low Organic Matter), comme par exemple les bryozoaires, certaines éponges, l’ascidie rouge Halocynthia papillosa et la comatule Antedon mediterranea. Une note est obtenue pour chacun des groupes (HOM et LOM), en fonction des densités moyennes d’individus et de colonies obtenues. La note finale du compartiment 6 correspond à la moyenne des deux notes. Le plongeur note de la manière la plus précise possible le nom des espèces vues. Cependant, pour de nombreux taxons, il est délicat de déterminer in situ l’espèce dont il s’agit. Dans ce cas, on notera le genre ou la « famille » (en fait, taxon de niveau supérieur) (cf Tableau 4 ; Ruitton et al., 2017). Durant ces recensements, il faudra également noter la présence d’Holothuria spp. dans les quadrats pour alimenter en données le compartiment 8.

La biomasse des épibiontes est estimée sur les deux plus vieilles feuilles externes de 30 faisceaux pris au hasard. On considère que la majorité des épibiontes d’un faisceau se trouvent sur ces 2 feuilles et que la mesure de leur masse est un bon proxy de la masse des épibiontes du faisceau entier. Après avoir été prélevées, les feuilles sont stockées au congélateur jusqu’à leur traitement. Lors des prélèvements, les 60 feuilles adultes externes sont toutes mises ensemble dans un sachet et les paires sont reconstituées à postériori. Les épibiontes sont grattés à l’aide d’une lame de rasoir sur les deux faces de 2 feuilles externes. Les épibiontes de 2 feuilles collectées sont disposés dans une coupelle en aluminium, séchés à l’étuve (environ 24 heures à 60°C) puis pesés sur une balance de précision. L’opération est réalisée pour les 30 paires de feuilles. La moyenne des 30 mesures de masse sèche (MS), exprimée en grammes par faisceau (g MS.faisceau^-1), est utilisée pour calculer le statut de ce compartiment.

[Remarque : tout prélèvement de posidonie doit faire l’objet d’une demande de prélèvement auprès de la DDTM car il s’agit d’une espèce protégée. Il faut anticiper cette demande avant les missions de terrain (6 mois) car la démarche est longue.]

La densité de faisceaux de feuilles est estimée dans 20 quadrats de 40 cm sur 40 cm (soit 0,16 m²) répartis de manière aléatoire. La densité est mesurée en comptant soigneusement le nombre de faisceaux à l’intérieur du quadrat. L’opération est répétée 20 fois. Lors du comptage, il faut s’assurer de compter tous les faisceaux y compris ceux issus d’une ramification d’un rhizome. Le résultat final est obtenu en faisant la moyenne des 20 mesures, puis rapporté au m².

Le recouvrement est mesuré par analyse de photos prises à la verticale de l’herbier. Le photographe se place à une profondeur de 3 m au-dessus de l’herbier et prend 30 photos à la verticale de l’herbier, en se déplaçant de manière aléatoire dans le site. Ces photos sont ensuite analysées par analyse d’image à l’aide d’un quadrillage afin de déterminer le pourcentage de recouvrement. Le paramètre recouvrement est obtenu en faisant la moyenne des 30 valeurs et est exprimé en pourcentage.

Afin d’estimer la croissance annuelle d’un rhizome, l’écart entre la base de l’écaille n°8 la plus récente (celle en contact avec les feuilles vivantes) et la base de la 1ème écaille est mesuré à l’aide d’une règle inox graduée. Trente mesures sont effectuées au hasard dans l’herbier. Chaque mesure obtenue est multipliée par 1,5 afin de tenir compte de la croissance continue et faible du rhizome durant 2 années. La moyenne de ces 30 mesures est utilisée comme paramètre pour évaluer ce compartiment. Le statut du compartiment est déterminé sur une échelle semi-quantitative prenant en compte la croissance annuelle du rhizome en millimètres par an.

Pour plus de détails sur la prise de mesure, voir Ruitton et al., 2017.

L’acquisition des données sur le terrain selon la méthodologie préconisée est effectuée en plongée en scaphandre autonome. Sur la base moyenne de 1h à une 1h15 de travail en plongée à 15 mètres de profondeur, il faut 8 plongées à 2 plongeurs pour réaliser la totalité des mesures dans un site.

Ce travail est composé à la fois de méthodes simples à mettre en œuvre (e.g. dénombrement des faisceaux de posidonie, récolte des feuilles) et des méthodes nécessitant des connaissances en biologie marine ainsi qu’un entraînement indispensable (e.g. comptage visuel des poissons et des macro-invertébrés).

Tableau 1. Méthodologie d’acquisition des données de terrain pour l’évaluation des compartiments fonctionnels de l’herbier à Posidonia oceanica. La difficulté d’acquisition des paramètres est signalée par les étoiles (*** : difficile, nécessité d’un entraînement et de connaissances scientifiques ; ** : moyennement difficile ; * : facile) (Ruitton et al., 2017).

L’acquisition des données sur le terrain selon la méthodologie préconisée est effectuée en plongée en scaphandre autonome. Le temps de travail en plongée dépend de la profondeur des grottes explorées. Sur la base moyenne de 40 min de travail en plongée entre 10 et 20 mètres de profondeur et 20 min de travail entre 30 et 40 mètres de profondeur, nous estimons qu’il faut entre 4 et 8 plongées pour réaliser la totalité des mesures dans un site. Ainsi, en respectant les règles de sécurité pour la plongée hyperbare professionnelle (p. ex. 2 plongées maximum par jour et par personne), pour une grotte dont la profondeur est supérieure à 20 m, il faudra 1 jour de travail à 2 plongeurs professionnels ou 0,5 journée de travail à 4 plongeurs. Au total, 3 protocoles sont mis en œuvre pour étudier les grottes sous-marines :

1. Observations in situ et photographie qui serviront à évaluer le nombre de strates des filtreurs et des suspensivores (compartiments 1, 2 et 3), lister les espèces détritivores et omnivores (compartiment 4), les carnivores caractéristiques (compartiment 6), et les carnivores associés (compartiment 7) ;

2. Des quadrats photo de 1 m² qui seront analysés pour le recouvrement des suspensivores et des filtreurs (compartiments 1, 2 et 3), des Cliona sp. (compartiment 4) et le recouvrement de la matière organique benthique (compartiment 9) ;

3. Des comptages de détritivores et omnivores d’une espèce durant 5 minutes dans toute la grotte (compartiment 4), des comptages des cérianthes à l’entrée de la grotte (compartiment 7) et une évaluation semi-quantitative des mysidacés dans la grotte (compartiment 5).

Ce travail est composé à la fois de méthodes simples à mettre en œuvre (e.g. quadrats photo, dénombrement des cérianthes) et des méthodes nécessitant des connaissances en biologie marine ainsi qu’un entraînement indispensable (e.g. reconnaissance d’espèces).

Tableau 1. Méthodologie d’acquisition des données de terrain pour l’évaluation des compartiments fonctionnels des grottes sous-marines. La difficulté d’acquisition des paramètres est signalée par les étoiles (*** : difficile, nécessité d’un entraînement et de connaissances scientifiques ; ** : moyennement difficile ; * : facile) (Ruitton et al., 2017).