Le compartiment des oiseaux est estimé par la mesure de la distance entre le site étudié (zone potentielle de nourrissage) et le site de nidification le plus proche pour les 2 espèces Phalacrocorax spp. et Pandion haliaetus. La moyenne des deux sous indices de distance permet de calculer l’indice final du compartiment 13.

Tous les poissons, par espèce, sont dénombrés et leurs tailles évaluées sur 10 transects de 50 m de longueur et 2 m de large. Chaque transect couvre donc une surface de 100 m2 et la totalité des transects une surface de 1 000 m². Pour chaque individu, la taille est évaluée à 2 cm près jusqu’à une taille de 30 cm, puis à 5 cm près pour une taille comprise entre 30 et 100 cm et enfin à 20 cm près au-delà de 100 cm. Les données récoltées vont permettre de calculer la biomasse humide des poissons prédateurs d’invertébrés (compartiment 10), des prédateurs piscivores (compartiment 11) et des planctonophages (compartiment 12) (cf Tableau 5 ; Ruitton et al., 2017). Pour les planctonophages, 2 catégories d’espèces sont distinguées ; (i) les consommateurs exclusifs de zooplancton et (ii) les omnivores qui consomment à la fois du zooplancton et de la matière particulaire en suspension. La moyenne des deux sous indices (p. ex. biomasse des zooplanctonophages et la biomasse des omnivores planctonophages) permet de calculer l’indice final du compartiment 12. A noter que certains prédateurs sont actifs uniquement la nuit alors que d’autres sont actifs le jour et se retrouvent donc plus présents dans les comptages visuels. D’autres prédateurs sont cachés dans l’herbier durant la journée. Ainsi les comptages effectués sous-estiment généralement le peuplement de poissons, cependant les échelles pour calculer le statut des compartiments biologiques tiennent compte de ces biais. Enfin, pour l’ensemble des espèces de poissons un indice spécifique de diversité relative (SRDI) est calculé. Il correspond au nombre moyen d’espèces par transect (moyenne du nombre d’espèces dans chaque transect).

Les comptages visuels de poissons consistent à noter tous les poissons rencontrés dans le transect (50 m de long sur 2 m de large) et d’évaluer simultanément leur taille. Le transect est déroulé sur le fond simultanément au comptage. Afin d’observer le mieux possible les poissons, le plongeur doit se déplacer lentement au ras de feuille de l’herbier afin d’avoir une vision horizontale juste au-dessus de l’herbier et pourvoir également regarder entre les feuilles. C’est pour cela d’ailleurs que la largeur du transect est étroite (2 m). Généralement, il faut environ 8 min pour effectuer le comptage sur 1 transect. Il est conseillé de préparer à l’avance des fiches de terrain avec une liste des poissons préétablie.

Lors du comptage de poissons, le pentadécamètre est déroulé par le plongeur qui effectue le recensement. Afin de limiter les manipulations de déroulement et de ré-enroulement du pentadécamètre, il est possible d’effectuer 3 comptages de poissons sur un pentadécamètre déroulé : 1 au niveau du pentadécamètre, un à gauche lors du retour puis un à droite lors d’un nouveau passage. Ces 3 recensements sont parallèles entre eux et à une distance permettant de garder à vue le pentadécamètre mais suffisante pour ne pas perturber les comptages par le passage répété du plongeur. Cette distance dépend de la visibilité et doit être au minimum de 5 m.

Figure 1 : Comptage de poissons sur l’herbier de posidonie et stratégie d’optimisation de l’échantillonnage (Ruitton et al. 2017).

La densité d’oursins est obtenue par dénombrement de Paracentrotus lividus dans 30 quadrats de 1 m² répartis de manière aléatoire à 5 m de profondeur. Il est possible que l’herbier de posidonie étudié ne remonte pas à 5 m. Dans ce cas, la densité est évaluée au niveau de la limite supérieure de l’herbier. Le dénombrement ne tient compte que des individus dont le test à un diamètre supérieur à 3 cm (sans les épines). Pour le deuxième type d’herbivores considéré, le poisson Sarpa salpa, c’est le taux de broutage sur la posidonie qui est mesuré. Ce paramètre intègre dans le temps la présence de ces herbivores. Le taux de broutage correspond au pourcentage de feuilles de posidonie (adultes et intermédiaires) comportant des traces de morsures de S. salpa sur le nombre total de feuilles du faisceau. Ce pourcentage est calculé sur 30 faisceaux choisis de manière aléatoire. Les feuilles marquées par des traces de morsures de saupes se distinguent très facilement des feuilles abimées par l’hydrodynamisme, qui ressemblent à des cassures et aux feuilles broutées par Paracentrotus lividus. La moyenne des deux métriques (p. ex. densité de P. lividus et pourcentage de feuilles broutées) permet de calculer l’indice final du compartiment.

Les holothuries sont dénombrées dans 30 quadrats de 1 m² disposés de manière aléatoire à 15 m de profondeur (les mêmes que pour le compartiment 5). Le plongeur compte tous les individus de toutes les espèces d’holothuries sans différencier l’espèce car il est parfois délicat de la déterminer in situ.

La litière est estimée en juillet, dans 5 quadrats disposés aléatoirement de 0,1 m². La litière est aspirée par un aspirateur sous-marin au sein de chaque quadrat. Si les plongeurs ne disposent pas d'un aspirateur sous-marin, il est possible de faire les prélèvements manuellement à l’aide de quadrats et boîtes permettant de récolter soigneusement la litière. La récolte doit dans ce cas se faire lentement afin de récolter la matière qui est facilement remise en suspension. Cette opération doit également être faite au début du terrain afin d'éviter les perturbations physiques des plongeurs. La litière détritique est collectée dans 5 quadrats de 0,1 m² disposés de manière aléatoire. Une fois récoltée, cette matière est triée par tamisage afin d’éliminer les particules minérales (sable, cailloux, etc.) et la matière détritique est séchée à 50°C durant 24 h (min. jusqu'à séchage complet) dans une étuve puis pesée.

La densité de Pinna nobilis (compartiment 5) est estimée le long de 20 transects de 10 m de long et 1 m de large. Durant les parcours de 10 m, le plongeur muni d’une barre de 1 m de large couche l’herbier devant lui au fur et à mesure de sa progression. En effet, afin de repérer les petites Pinna nobilis, il est indispensable de regarder minutieusement au pied des faisceaux de posidonie. La barre permet de rabattre les feuilles de l’herbier et de découvrir la base des faisceaux. Toutes les grandes nacres rencontrées sont notées. Il est recommandé de noter également la hauteur totale au-dessus du sédiment (Hs) des individus. Cette mesure n’est pas nécessaire pour le calcul de l’EBQI mais permet d’avoir une idée de la structure démographique de la population de grandes nacres. Il est également conseillé de noter la présence des coquilles brisées qui indique soit la présence de mouillage ou de chalutage dans la zone, soit la présence de prédateurs. Cette information permettra de renseigner les sources de pression.

Les filtreurs et suspensivores benthiques (hors Pinna nobilis, compartiment 6) sont dénombrés dans 30 quadrats de 1 m² disposés de manière aléatoire. A noter que c’est le nombre d’individus ou de colonies de plus de 5 cm (diamètre, hauteur ou largeur) qui est compté. Ces organismes, selon leur régime alimentaire et leur tolérance, vont permettre d’indiquer soit (i) un fort taux de matière organique (HOM pour High Organic Matter) dans la colonne d’eau, comme par exemple le spirographe Sabella spallanzanii, les ascidies Phallusia mammillata, P. fumigata et les Didemnidae soit (ii) un faible taux de matière organique (LOM pour Low Organic Matter), comme par exemple les bryozoaires, certaines éponges, l’ascidie rouge Halocynthia papillosa et la comatule Antedon mediterranea. Une note est obtenue pour chacun des groupes (HOM et LOM), en fonction des densités moyennes d’individus et de colonies obtenues. La note finale du compartiment 6 correspond à la moyenne des deux notes. Le plongeur note de la manière la plus précise possible le nom des espèces vues. Cependant, pour de nombreux taxons, il est délicat de déterminer in situ l’espèce dont il s’agit. Dans ce cas, on notera le genre ou la « famille » (en fait, taxon de niveau supérieur) (cf Tableau 4 ; Ruitton et al. 2017). Durant ces recensements, il faudra également noter la présence d’Holothuria spp. dans les quadrats pour alimenter en données le compartiment 8.